Degradation Characteristics of DEHP Added into Mollisols at Different Concentrations and Its Effect on Enzyme Activities
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摘要:目的 本研究以邻苯二甲酸二-（2-乙基己基）酯 （DEHP）为目标化合物，采用室内培养试验的方法，对不同浓度梯度的DEHP在黑土中的降解过程和对土壤酶活性影响进行了研究。方法 在DEHP降解试验中，使添加到黑土中的DEHP浓度分别为0 mg kg−1、5 mg kg−1、10 mg kg−1、20 mg kg−1、40 mg kg−1，每个处理设置3次重复，于3 d、7 d、14 d、21 d、28 d、35 d采集土壤样本，利用气相色谱－质谱联用（GC-MS）的检测方法，对DEHP、邻苯二甲酸单-（2-乙基己基）酯（MEHP）和邻苯二甲酸（PA）进行定量分析。在土壤酶活性试验中，使添加到黑土中的DEHP浓度分别为0 mg kg−1、30 mg kg−1、50 mg kg−1、100 mg kg−1、300 mg kg−1、500 mg kg−1，每个处理设置3次重复，于3 d、7 d、14 d、21 d、28 d、35 d分别采用靛蓝比色法、3,5-二硝基水杨酸比色法和高锰酸钾滴定法对不同添加浓度DEHP的黑土的脲酶、蔗糖酶和过氧化氢酶活性进行测定。结果 培养第35 d，DEHP的平均降解率达到39.95%，MEHP的平均积累率达到89.25%，未发现PA。随着DEHP添加浓度的增加，脲酶和蔗糖酶活性受到抑制，35 d内的平均抑制率分别为22.6%和33.5%。结论 将DEHP添加到黑土中并培养，在短时间内（至少35 d），DEHP降解后浓度减少，毒性可能降低，但DEHP降解产生的降解产物MEHP仍然具有生态毒性甚至毒性更强，因此总体环境毒性并未降低。此外，黑土受到DEHP的污染，在一段时间以后其脲酶和蔗糖酶会受到抑制作用。
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关键词:
- 黑土 /
- 邻苯二甲酸二-（2-乙基己基）酯 /
- 土壤酶活性 /
- 降解途径
Abstract:Objective The degradation process of Di-(2-Ethylhexyl) phthalate (DEHP) and its effects on soil enzyme activities were investigated in a lab incubation experiment.Method DEHP was added into mollisols at 0, 5, 10, 20, and 40 mg kg−1 with three replications. Soil samples were collected at the 3rd, 7th, 14th, 21st, 28th and 35th days of incubation, and the concentrations of DEHP, Mono -(2-ethylhexyl) phthalate (MEHP), and phthalic acid (PA) were analyzed by gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS). In the experiment of soil enzyme activities, DEHP was added to mollisols at 0, 30, 50, 100, 300, and 500 mg kg−1 with three replications. Methods of indigo colorimetry, 3,5-dinitrosalicylic acid colorimetry, and potassium permanganate titration were used to determine the activities of urease, sucrase, and catalase.Result On the 35th day, the average degradation rate of DEHP was 39.95 %, the average accumulation rate of MEHP was 89.25 % and PA was not found. The activities of urease and sucrase were inhibited with the increase in the concentration of DEHP and their inhibition percentages were 22.6% and 33.5%.Conclusion The concentration of DEHP and its toxicity could decrease in a short time incubation experiment of DEHP added to mollisols (at least 35 days). However, MEHP as degradation product of DEHP was still ecologically toxic or even more toxic, means that the overall environmental toxicity was not decreased. In addition, the activities of urease and sucrase would be inhibited in mollisols contaminated by DEHP.-
Keywords:
- Mollisols /
- Di-(2- Ethylhexyl) phthalate /
- Soil enzyme activity /
- Degradation pathway
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土壤是人类赖以生存的基础，特别是黑土，是自然界给予全人类的财富。黑土具有有机质含量高的特点，其良好的理化性质为多种植物提供了适宜的生长环境。在中国东北地区，103万平方公里的黑土是中国非常重要的粮食生产基地[1]。随着工农业的蓬勃发展，土壤环境也在不断恶化，邻苯二甲酸酯（PAEs）已被证明是最多的有机污染物[2]。
【研究进展】PAEs是世界上广泛使用的合成难降解有机化合物，在塑料工业中主要用作增塑剂和软化剂，已成为世界上最普遍的环境污染物。大量研究表明: PAEs在人类和动物体内起着类似雌性激素的作用，能干扰人类和动物的内分泌系统。PAEs还具有致畸、致癌和致突变作用[3]。美国国家环境保护署（EPA）已将六种PAEs列为优先控制污染物，其中邻苯二甲酸二-（2-乙基己基）酯 （DEHP）是重要污染物之一[4]。众多学者对PAEs的降解进行了广泛的研究。在有机污染物的环境行为中，PAEs的水解和光解速率非常慢。生物降解是PAEs中有机污染物分解的主要途径，但生物处理效果有限。【本研究切入点】大分子量的PAEs更难降解，生物降解会产生高毒性的邻苯二甲酸盐[5]。邻苯二甲酸盐在土壤、水、空气和大气沉积物中被广泛检测到[6]。目前国内外对于DEHP在黑土中的降解过程的相关研究较少。【研究意义】本文对DEHP、邻苯二甲酸单-（2-乙基己基）酯（MEHP）和邻苯二甲酸（PA）进行了相应的定量测量和分析，并对三种化合物变化前后过程做出说明，对研究DEHP在黑土中的降解过程、探讨DEHP在土壤中难降解的原因具有重要意义。
【研究进展】土壤酶是土壤生态系统代谢的重要驱动力，在土壤中进行的所有生物和化学过程都必须由酶催化。酶活性（EAs）是反映生物地球化学循环和土壤有机质动态的土壤质量/健康指标。土壤酶受到许多因素的影响，它们对自然和人为引起的土壤变化反应迅速。土壤微环境的巨大变化会影响土壤的物质和能量循环，影响土壤养分的释放和作物产量稳定[7]。【本研究切入点】许多污染物例如重金属[8-10]，多环芳烃（PAHs）[10-11]和农药[12]，已经有许多研究表明它们对土壤酶活性的影响，然而，很少有关于PAEs的研究可以用来评估对土壤酶活性变化的影响。【研究意义】土壤酶在土壤环境中起着重要的作用，可用于诊断土壤污染和利用土壤酶处理受污染的土壤[13]。研究DEHP对黑土酶活性的影响，对土壤质量评价具有重要意义。
【拟解决的问题】本文测定了不同培养时间（3、7、14、21、28和35 d）从黑龙江省哈尔滨市周边农场采集的黑土中DEHP、MEHP和PA的含量，并探讨了DEHP在土壤中难降解的原因。此外，选择了三种主要的土壤酶:脲酶、蔗糖酶和过氧化氢酶，测定不同时间（3、7、14、21、28和35 d）的土壤酶活性。揭示了DEHP对上述三种酶活性的影响，并初步分析了产生这些现象的原因。
1. 材料和方法
1.1 化学品和试剂
化学药品：邻苯二甲酸二-（2-乙基己基）酯 （DEHP）、邻苯二甲酸单-（2-乙基己基）酯（MEHP）、邻苯二甲酸（PA）和二氯甲烷均为高效液相色谱级。无水乙醇和无水硫酸钠属于分析级，无水硫酸钠使用前在500 ± 10 ℃下干燥。实验中的所有化学品均购自国药化学试剂股份有限公司。所有玻璃器皿在使用前都在实验室超声波清洁剂溶液中清洗，并在烘干前用清水清洗。实验所用的水是Milli-Q一级超纯水。
1.2 样品收集和处理
试验所用的黑土是从黑龙江省哈尔滨市周边农场（北纬45°44′36.52″、东经126°43′12.69″）利用土钻在肥力较均匀的耕地上，以“S”形线路多点随机采集0 ~ 20 cm耕层土壤并混合均匀。供试土壤背景值为pH：6.45，CEC：24.88 cmol kg−1，有机质：38.8 g kg−1，全氮：2.36 g kg−1，铵态氮：13.56 mg kg−1，硝态氮：71.73 mg kg−1，全磷：0.798 g kg−1，速效磷：42.95 mg kg−1，速效钾：188.63 mg kg−1。将土壤于25 ℃ 风干并过2 mm筛。
试验1，DEHP降解试验: 称取5份土壤样品，每个样品500 g，每个样品加入不同浓度的DEHP无水乙醇混合溶液10 mL kg−1，使添加到土壤中的DEHP浓度为0 mg kg−1、5 mg kg−1、10 mg kg−1、20 mg kg−1、40 mg kg−1，即每一浓度水平为一处理、共5个处理，每一处理设置3次重复。待无水乙醇挥发至无明显气味后，调节各处理的土壤含水量使之达到20%，再将土壤样品放入培养箱中培养。培养箱内温度25 ℃，湿度60%，黑暗下培养。分别于培养开始后的第3、7、14、21、28和35 d取样测定了土壤中DEHP、MEHP和PA的含量。
试验2，土壤酶活性试验: 称取5份土壤样品，每个样品500 g，加入不同浓度DEHP无水乙醇的混合溶液10 mL kg−1，使添加到土壤中DEHP的浓度分别为0 mg kg−1、30 mg kg−1、50 mg kg−1、100 mg kg−1、300 mg kg−1、500 mg kg−1，即每一DEHP浓度水平为一个处理，每一处理设置3次重复。待无水乙醇挥发至无明显气味后，调节土壤含水量使之达到20%，再将土壤样品放入培养箱中培养。培养箱内温度25 ℃，湿度60%，黑暗下培养。在培养开始后的第3、7、14、21、28和35 d取样测定土壤脲酶、蔗糖酶和过氧化氢酶活性。
1.3 提取和仪器分析
准确称取5.0000 g土壤样品，放入锥形瓶中。向其中加入10.00 mL二氯甲烷，并在25 ℃下超声15 min，使土壤完全分散在二氯甲烷中。然后以6000 r min−1离心10 min，收集全部上清液，将上清液倒入含有无水硫酸钠的滤筒中，所得滤液通过旋转蒸发浓缩。将最终体积调节至2 mL进行测量[6]。利用气相色谱-质谱联用（GC-MS）法测定溶液中DEHP、MEHP和PA的含量。使用岛津GC-MS-QP 2010进行分析，入口温度为250 ℃，注射方法为分流注射，色谱柱温度程序为120 ℃保持2 min，然后以15 ℃ min−1的速度升至280 ℃，最终的温度保持1.33 min。离子源温度为230 ℃，选择149 m Z−1，223 m Z−1[14]。根据PAEs标准光谱和NIST质谱仪数据库对代表性的PAEs进行了定性测试。
1.4 土壤酶活性实验和仪器分析
1.4.1 土壤脲酶活性的测定
土壤脲酶活性的测定采用靛蓝比色法[8]。在50 mL锥形瓶中称量5 g风干土壤样品，并加入1 mL甲苯。15 min后，加入10 mL 10%尿素和20 mL pH = 6.7的柠檬酸盐缓冲液。摇匀，在37 ℃的培养箱中培养24 h。过滤后，取3 mL滤液放入50 mL容量瓶中，加入蒸馏水至20 mL。加入2 mL苯酚钠溶液和1.5 mL次氯酸钠溶液，边加边摇。20 min后显色，定容。1 h之内在分光光度计上以578 nm的波长比色。
1.4.2 土壤蔗糖酶活性的测定
使用3,5-二硝基水杨酸比色法测定土壤蔗糖酶活性[15]。称取1 g风干土壤样品，置于50 mL锥形瓶中，加入15 mL 8%蔗糖溶液、5 mL pH = 5.5的磷酸盐缓冲液和5滴甲苯。将混合物摇动，置于恒温培养箱中，并在37 ℃培养24 h。在培养结束时，将其移出并快速过滤。将0.2 mL滤液移至50 mL烧瓶中，加入3 mL 3，5-二硝基水杨酸，在沸水浴中加热5 min，然后将烧瓶移至自来水中冷却3 min。由于3-氨基-5-亚硝基水杨酸的形成，溶液呈橙黄色，最后用蒸馏水稀释至50 mL，在分光光度计上于508 nm波长下进行测定。
1.4.3 土壤过氧化氢酶活性的测定
土壤过氧化氢酶活性采用高锰酸钾滴定法测定[16]。称取2 g风干土壤样品放入100 mL锥形瓶中，注入40 mL蒸馏水和5 mL 0.3%过氧化氢溶液；将锥形瓶放在震荡器上，震荡20 min；加入5 mL 1.5 mol L−1硫酸以稳定未分解的过氧化氢；过滤锥形瓶中的悬浮液；吸取25 mL滤液，用0.02 mol L−1高锰酸钾滴定，直至到达淡粉色滴定终点。
1.5 数据分析
文中的图片是利用MATLAB R2016a软件、SPSS 19软件（Statistical Product and Service Solutions）以及Windows环境下的Anaconda软件生成的。
2. 结果与分析
2.1 DEHP在土壤中的降解
不同初始浓度的DEHP在天然土壤中的降解如图1所示，此部分采用“试验1”中数据。如图所示：总体而言，不同DEHP初始浓度的土壤，在3 ~ 35 d内，随着时间的推移，DEHP的含量逐渐减少。每种浓度（5 mg kg−1、10 mg kg−1、20 mg kg−1、40 mg kg−1）的DEHP降解率分别为35.1%、38.2%、51.3%和35.2%。
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图 1 培养开始后各DEHP浓度处理土壤DEHP的含量变化Figure 1. Changes of DEHP contents in treatments with different DEHP concentrations during the incubation period图2表示了不同初始浓度的土壤中DEHP的降解产物MEHP的含量。如图所示，与图1中土壤DEHP含量随着培养时间的增加而减少的趋势相反，在培养期间，土壤中的MEHP的含量随着培养时间的增加而逐渐增加，说明DEHP逐渐向MEHP转化。
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图 2 培养开始后各DEHP浓度处理土壤MEHP的含量变化Figure 2. Changes of MEHP contents in soil treatments with different DEHP concentrations during the incubation period在培养后第3 d，在每个浓度下检测到的DEHP残留量分别为4.5 mg kg−1、9.7 mg kg−1、19.6 mg kg−1和38.9 mg kg−1。在培养的第35 d，在每个浓度下检测到的MEHP含量分别为3.4 mg kg−1、5.7 mg kg−1、12.6 mg kg−1和27.7 mg kg−1。根据化学反应物质的守恒定律，培养第3 ~ 35 d，不同处理的土壤中MEHP含量符合守恒定律的理论值。这意味着MEHP的含量很高，随着时间的推移没有明显的退化。此外，在研究过程中没有检测到PA的量。可以初步推断，MEHP降解为PA的步骤是整个反应的限速步骤。
在培养后第35 d，通过GC-MS对降解产物进行定性分析，土壤中DEHP及其降解产物的提取采用1.3中的方法。如图3所示。在第35 d，未做处理的原始土壤中的初始邻苯二甲酸二丁酯（DBP）被去除。同时，在土壤中发现了添加的DEHP及其降解产物MEHP，其保留时间分别为31.025 min和30.960 min。但没有发现PA，可能是含量太低，不排除MEHP向PA转化慢的原因。
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图 3 原始土壤及培养第35d土壤提取物的气相色谱-质谱定性分析Figure 3. Qualitative analysis for the compositions of DEHP in the original soil and the 35th day of incubation with GC-MS2.2 DEHP对土壤酶活性的影响
2.2.1 土壤脲酶活性
脲酶是驱动土壤氮循环的重要因素，常见于细菌、藻类、真菌和高等植物中[11]。不同浓度的DEHP对土壤脲酶活性的影响如图4所示，此部分采用“试验2”中数据。
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图 4 不同浓度DEHP处理土壤脲酶活性时间变化Figure 4. Dynamics of soil urease activities under different concentrations of DEHP如图4所示，土壤脲酶活性以培养24 h后每克土壤生成的铵态氮（NH4 + －N）的含量表示。浓度为30 mg kg−1 ~ 500 mg kg−1的DEHP污染土壤的脲酶活性主要受到抑制。DEHP与土壤脲酶活性呈一定的量效关系，即随着DEHP浓度的增加，对脲酶活性的抑制作用逐渐增强。在培养第7 d，不同浓度梯度污染的土壤脲酶活性急剧下降。造成这一现象的原因可能是DEHP及其降解产物对脲酶的竞争吸附、直接破坏和微生物种群的共同作用。与第7 d相比，在随后的培养期间，DEHP土壤脲酶抑制率降低，这可能是因为，随着DEHP的降解，微生物种群对新生存环境的适应性增加。
2.2.2 土壤蔗糖酶活性
不同浓度的DEHP对土壤蔗糖酶活性的影响如图5所示。
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图 5 不同浓度DEHP处理土壤蔗糖酶活性时间变化Figure 5. Dynamics of soil sucrase activities under different concentrations of DEHP如图5所示，土壤蔗糖酶活性以培养24 h后每克土壤生成的葡萄糖含量表示。在培养期间，随着DEHP浓度的增加，对土壤蔗糖酶活性的抑制作用增强。蔗糖酶的活性在培养后3 ~ 14 d呈上升趋势，这可能是由于DEHP在土壤微生物的作用下逐渐被降解。DEHP的降解产物如羧酸会导致当地土壤的pH下降。在第14 d，蔗糖酶活性的最适pH值达到约5.0[17]，低于我们实验中检测到的未处理土壤初始蔗糖酶活性最适pH值7.91。在培养后期（14 d 以后），土壤蔗糖酶活性由于DEHP的降解而趋于稳定，但不能恢复到污染前的状态。培养结束时，土壤蔗糖酶活性仍受到抑制。
2.2.3 土壤过氧化氢酶活性
过氧化氢酶是一种细胞内酶，参与微生物氧化还原酶代谢 [18]。过氧化氢酶能增强过氧化氢对化合物的氧化作用[19]，使细胞免受活性氧的损伤[20]。DEHP对土壤过氧化氢酶活性的影响如图6所示。
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图 6 不同浓度DEHP处理土壤过氧化氢酶活性时间变化Figure 6. Dynamics of soil catalase activities under different concentrations of DEHP如图6所示，过氧化氢酶活性以每克土壤分解的过氧化氢的毫克数表示。DEHP对土壤过氧化氢酶活性的影响主要是激活的。培养3 ~ 7 d，过氧化氢酶活性略有增加。这可能是因为过氧化氢酶是一种广泛存在于土壤中的细胞保护酶[21]，当外来物质DEHP侵入土壤时，过氧化氢酶活性增强，发挥保护作用。培养7 ~ 28 d后，过氧化氢酶活性急剧下降。这种现象出现的原因可能是过氧化氢酶是一种氧化还原酶，被认为是好氧微生物的指标。这种酶与需氧微生物的数量密切相关，但与厌氧微生物的数量无关。培养28 d后，过氧化氢酶活性有所回升。
2.3 相关性分析
为探讨DEHP初始添加浓度与脲酶、蔗糖酶、过氧化氢酶的相关性，采用1.2中试验2的全部数据，利用SPSS 19软件对DEHP初始添加浓度与脲酶、蔗糖酶、过氧化氢酶活性进行相关性分析，结果如表1所示。从表1可以看出，DEHP初始添加浓度与脲酶活性中度相关（自由度df = 21），与蔗糖酶活性低度相关（自由度df = 27），而与过氧化氢酶活性基本不相关（自由度df = 57）。过氧化氢酶活性、脲酶活性、蔗糖酶活性三者之间基本不相关，说明随着DEHP初始添加浓度的变化，三种酶活性之间的相互影响程度较小。DEHP初始添加浓度与脲酶活性中度相关，与蔗糖酶活性低度相关，可能是由于与脲酶活性相关的微生物更易受DEHP初始添加浓度的影响，而与蔗糖酶活性相关的微生物受DEHP初始添加浓度影响程度较低。DEHP对于过氧化氢酶的影响主要是激活的，但其活性的强弱受DEHP初始添加浓度的程度较小，因此没有显著的相关性。
表 1 DEHP初始添加浓度与脲酶、蔗糖酶、过氧化氢酶的相关性分析Table 1. Correlation analysis between initial concentration of DEHP and urease, sucrase, and catalase activities皮尔逊相关系数
Pearson correlationDEHP 脲酶活性
Urease activity蔗糖酶活性
Sucrase activity过氧化氢酶活性
Catalase activityDEHP 1 脲酶活性 −0.523** 1 蔗糖酶活性 −0.367* 0.153 1 过氧化氢酶活性 0.257 −0.273 0.297 1 *.在0.05水平（两侧）显著相关。**.在0.01水平（两侧）显著相关。 3. 讨论
在DEHP有机污染物的环境行为中，DEHP有机污染物的水解速率和光解速率非常缓慢，生物降解是降解PAEs中有机污染物的重要途径[6]。有许多关于DEHP良好的微生物降解途径的报道。相对公认的观点是微生物分泌的水解酶可以将二酯转化为单酯，并进一步将单酯转化为邻苯二甲酸和相应的醇。在有氧条件下，乙醇可以通过β-氧化途径和三羧酸循环完全分解成CO2和H2O[22]。在DEHP的各种降解产物中，选择MEHP和PA作为衡量指标，是因为DEHP转化为MEHP，再转化为PA，是降解DEHP的必要途径。DEHP对人体和生态环境有毒，而DEHP在环境中自然降解产生的MEHP毒性更大[23]。然而，由于MEHP向PA的转化是整个降解过程的限速步骤，说明DEHP降解后浓度减少，毒性可能降低，但产生的降解产物MEHP仍然具有生态毒性甚至毒性更强，因此总体环境毒性并未降低。
DEHP对脲酶活性的主要作用机制可能是DEHP对土壤微生物及其种群的影响[24]。有研究表明，DEHP可以使酸性土壤中很多细菌种群受到负面影响，可能是由于酸性土壤中的MEHP在培养期间积累了很高的浓度，并且MEHP已被证实对细菌细胞有毒性[25]。因此，在培养的初始阶段，MEHP的积累影响了土壤微生物种群结构，可能对某些参与氮循环的细菌种群产生毒性作用，导致在培养第7 d其活性急剧下降。与第7 d相比，在随后的培养期间，DEHP对土壤脲酶抑制率降低。随着DEHP的降解，微生物种群对新生存环境的适应性增加，微生物种群增加，相应的脲酶活性也增加了。此外，由于脲酶对DEHP输入的敏感性，在一定程度上可以利用脲酶活性来定性指示初始时DEHP对土壤的污染[26]。
蔗糖酶是大多数微生物所固有的，它与土壤微生物的数量直接相关[27]。总体而言，DEHP对土壤蔗糖酶活性的影响主要是抑制作用。与空白对照相比，污染物本身对酶结构的破坏作用导致了对蔗糖酶活性的抑制。在培养前期（3 ~ 14 d），蔗糖酶活性呈现上升趋势，一方面是DEHP逐渐被降解，另一方面DEHP降解产生的羧酸类降解产物会降低土壤的pH值，使土壤pH值达到蔗糖酶活性适宜的状态。此外，降解产物为微生物增加蔗糖酶活性提供了碳源，但同时DEHP继续影响土壤微生物，因此微生物生存环境的稳定性较差。在培养的后期（14 d以后），DEHP的降解产物可能被微生物利用。同时，随着DEHP的消耗，微生物的生存环境逐渐恢复到稳定状态，土壤蔗糖酶活性逐渐稳定。由于外来物质的干扰，微生物群落结构遭到破坏，即使种群稳定，也难以恢复到污染前的水平。因此，在培养期结束时，酶活性仍然受到抑制。
DEHP对过氧化氢酶活性的影响主要是激活的，这主要是因为DEHP的生物降解主要是一个氧化降解的过程[22]，在降解过程中，好氧微生物起着绝对的作用。在培养初期（3 ~ 7 d），过氧化氢酶活性略有增加。这可能是因为当外来物质DEHP侵入土壤时，过氧化氢酶活性增强发挥微生物细胞的保护作用。在培养中期（7 ~ 28 d），过氧化氢酶活性降低，可能是由于DEHP在降解过程中对微生物有毒性作用，抑制了微生物的生长。微生物数量减少，导致过氧化氢酶活性降低。培养结束时，随着培养时间的延长，其降解产物为微生物的增殖提供了大量的碳源。碳源是耕地和森林土壤微生物生长的主要限制因素[28]。碳源的增加导致微生物数量增加，相应的过氧化氢酶活性也增加。培养后期，DEHP浓度下降，微生物生存环境逐渐稳定，过氧化氢酶活性回升。
酶有游离态和吸附态两种形式，但游离态酶只是一小部分，吸附态酶更多。土壤有机质和粘土可以吸附土壤酶。土壤中有机质含量越高，吸附酶的能力越高，微生物数量越多，活性越高，分泌的酶多。因此，有机质含量高的土壤酶活性较高。土壤酶活性与土壤有机质密切相关，过氧化氢酶、脲酶和蔗糖酶与有机质含量高度相关。DEHP可以与土壤中的有机物结合，原本具有荧光性质的有机物可以被荧光淬灭[14]。DEHP在土壤培养初始阶段对脲酶活性有明显抑制作用，而对蔗糖酶活性在培养后期的抑制作用较为明显，对过氧化氢酶活性的影响整体而言是激活的。由于脲酶与蔗糖酶是驱动土壤碳循环和氮循环的重要因素，过氧化氢酶对于土壤微生物环境有重要指示作用，因此DEHP对土壤碳循环和氮循环以及土壤微生物环境有一定影响。
4. 结论
本文采用DEHP人工外源添加和室内模拟培养的方法，研究了DEHP在黑土中的降解过程及其对土壤酶活性的影响。结果表明DEHP添加到土壤后短时间内（至少35 d）其生态环境毒性不会明显减弱，这是因为DEHP降解虽然致使其本身浓度下降，但毒性更强的降解产物MEHP的浓度则会同时增加。添加浓度0 ~ 500 mg kg−1的DEHP后土壤中脲酶、蔗糖酶和过氧化氢酶活性发生明显变化；添加的DEHP浓度越高，添加后某一时间的过氧化氢酶活性越高，而脲酶和蔗糖酶活性则越低。DEHP可能通过抑制脲酶和蔗糖酶活性影响黑土的环境质量。
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图 1 培养开始后各DEHP浓度处理土壤DEHP的含量变化
Figure 1. Changes of DEHP contents in treatments with different DEHP concentrations during the incubation period
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图 2 培养开始后各DEHP浓度处理土壤MEHP的含量变化
Figure 2. Changes of MEHP contents in soil treatments with different DEHP concentrations during the incubation period
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图 3 原始土壤及培养第35d土壤提取物的气相色谱-质谱定性分析
Figure 3. Qualitative analysis for the compositions of DEHP in the original soil and the 35th day of incubation with GC-MS
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图 4 不同浓度DEHP处理土壤脲酶活性时间变化
Figure 4. Dynamics of soil urease activities under different concentrations of DEHP
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图 5 不同浓度DEHP处理土壤蔗糖酶活性时间变化
Figure 5. Dynamics of soil sucrase activities under different concentrations of DEHP
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图 6 不同浓度DEHP处理土壤过氧化氢酶活性时间变化
Figure 6. Dynamics of soil catalase activities under different concentrations of DEHP
表 1 DEHP初始添加浓度与脲酶、蔗糖酶、过氧化氢酶的相关性分析
Table 1 Correlation analysis between initial concentration of DEHP and urease, sucrase, and catalase activities
皮尔逊相关系数
Pearson correlationDEHP 脲酶活性
Urease activity蔗糖酶活性
Sucrase activity过氧化氢酶活性
Catalase activityDEHP 1 脲酶活性 −0.523** 1 蔗糖酶活性 −0.367* 0.153 1 过氧化氢酶活性 0.257 −0.273 0.297 1 *.在0.05水平（两侧）显著相关。**.在0.01水平（两侧）显著相关。 
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1. 李雨桐，余海，刘坤，柏宏成，汪军，朱正杰. 宏基因组揭示紫色土中邻苯二甲酸酯去除的微生物学机制. 环境科学. 2024(03): 1830-1839 . 
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